蔡凯乾

安康市中心医院摘要

慢性非传染性疾病已成为我国居民健康的首要威胁，消耗全国80%以上的医疗资源，是健康中国建设面临的严峻挑战。心脑血管疾病、恶性肿瘤、呼吸系统疾病、糖尿病和消化道慢性炎症性疾病等慢病，尽管在临床上归属不同领域，但它们均拥有一个共同的源头——肠细胞营养匮乏。肠细胞因营养供给不足，导致肠道屏障受损，肠腔内毒素和致病菌得以穿越屏障进入循环，引发全身性慢性低度炎症，这正是慢病发生的源头。肠细胞营养是以肠上皮细胞为核心靶标、以酪酸梭菌产生的丁酸为关键物质的营养支持策略。本文首先梳理了临床对肠细胞营养的认知演变——从葡萄糖和谷氨酰胺的传统范式到丁酸作为肠上皮细胞核心能量底物的里程碑发现。在此基础上，本文系统论述了丁酸在肠细胞营养中的核心地位：它是肠上皮细胞供能超过70%的能量底物，同时通过调控黏蛋白分泌、抗菌肽表达、激素释放、干细胞分化及免疫稳态等多条途径全面维护肠道功能。然而，丁酸需依赖产丁酸菌才能产生。本文进一步论证，产丁酸菌是维持肠道健康的基石菌，而酪酸梭菌（Clostridium butyricum）作为研究和临床应用最为广泛的基石菌代表，其关键作用在于分泌丁酸，修复肠粘膜，恢复微生态平衡。

【关键词】肠细胞营养；丁酸；肠上皮细胞；酪酸梭菌；基石菌；肠道屏障

1 引言

当前，慢性非传染性疾病已成为我国居民健康的首要威胁，其患病基数庞大、疾病负担沉重、病程迁延难愈[1]。据统计，我国慢病人群数量已经超过4亿人，慢病导致的疾病负担占总疾病负担的90%以上[2]。其中，2023年，我国心血管疾病现患人数约3.3亿，其中高血压患者达2.45亿[3]；2021年，中国癌症总新发病例约1366万例，死亡282万例，气管癌、支气管癌和肺癌的年龄标化发病率为44.0/10万，居癌症首位[4]；2025年，我国20岁及以上人群慢阻肺患病率为8.6%，40岁及以上人群慢阻肺患病率达13.7%[5]；2023年中国糖尿病患者达2.33亿，年龄标化患病率从2005年的7.53%升至2023年的13.7%[6]；炎症性肠病2021年患病人数达16.8万，1990至2021年间年龄标化发病率呈快速上升趋势（EAPC = 2.93）[7]；2025年，中国肠易激综合征汇总患病率为11%，约每10个成年人中就有1人患病[8]。这些分属不同临床专科的慢病，看似病因各异、各治各病，却共享同一个源头，即肠细胞营养匮乏[9]。当肠上皮细胞营养供给不足时，肠道屏障被破坏，肠道通透性升高（肠漏），肠腔内毒素和致病菌得以穿越屏障进入循环，触发全身性慢性低度炎症，这一机制是上述众多慢病发生发展的源头[10,11]。因此，所有肠内外慢病的防治，绕不开同一个核心问题：如何为肠上皮细胞供给营养，以筑牢肠屏障？这正是肠细胞营养策略的核心关切。

肠细胞营养的认知经历了逐步演变的过程。早期认知从葡萄糖转向谷氨酰胺，但两者均不能真正满足肠上皮细胞的能量需求[12,13]。1980年，Roediger利用新建立的肠上皮细胞分离技术，在《Gut》和《Lancet》上连续发表研究，首次发现丁酸能贡献结肠上皮细胞73% ~ 75%的耗氧量，其供能效率远超葡萄糖和谷氨酰胺[14,15]；1982年，Roediger进一步在《Gastroenterology》上通过多底物竞争实验揭示了肠上皮细胞利用呼吸燃料的优先顺序，实验在丁酸、谷氨酰胺和葡萄糖三种底物充足的条件下进行，结果显示丁酸对细胞耗氧量的贡献未因其他底物的加入而改变，占结肠上皮细胞总耗氧量的86%，结肠上皮细胞利用呼吸燃料的的优先顺序为丁酸＞谷氨酰胺＞葡萄糖[16]。这一系列研究从根本上修正了葡萄糖和谷氨酰胺是肠上皮细胞主要能量来源的传统认知，揭示了丁酸在肠细胞营养中的不可替代性。

肠上皮细胞种类较多，主要包括吸收细胞、杯状细胞、潘氏细胞、肠内分泌细胞和肠上皮干细胞等，其正常功能的维持均高度依赖于丁酸[17]。在此基础上，丁酸的作用还扩展至固有层中的免疫细胞、肠道平滑肌细胞、肠胶质细胞和肠黏膜下肌成纤维细胞等，共同维护肠黏膜屏障。丁酸是肠上皮细胞的核心能量底物，能满足肠上皮细胞超70%的能量需求[18]。后续研究进一步证实，丁酸还广泛参与调节肠上皮细胞的增殖、分化、屏障功能及免疫稳态。丁酸兼具核心能量底物与多功能信号分子的双重角色，是肠细胞营养体系中不可替代的关键物质。

然而，一个根本性的约束随之显现：丁酸不能由人体自身合成，需依赖肠道产丁酸菌的厌氧发酵产生。这意味着，肠上皮细胞能否获得充足的丁酸，从根本上取决于肠道内产丁酸菌的丰度。因此，产丁酸菌被公认为维持肠道健康的基石菌[19]。在产丁酸菌中，酪酸梭菌（Clostridium butyricum）是研究和临床应用最为广泛的基石菌代表，其通过发酵膳食纤维、抗性淀粉等在肠道原位产生丁酸，为肠黏膜建立了一套自主运转的内源性营养供给体系。

基于上述背景，本文首先系统梳理从葡萄糖、谷氨酰胺到丁酸的肠细胞营养认知演变，继而阐述丁酸对肠上皮细胞、固有层免疫细胞、肠道平滑肌细胞、肠胶质细胞及肠黏膜下肌成纤维细胞等多类肠细胞的核心作用，在此基础上论证丁酸的供给需依赖于产丁酸菌这一根本性逻辑，最终阐明酪酸梭菌作为基石菌代表的战略价值——补充酪酸梭菌不是提供一次性丁酸，而是从根本上重建肠道丁酸的自主供给体系。

2 肠上皮细胞能量底物认知的演变

20世纪中叶，葡萄糖被视作肠上皮细胞的主要能量底物。Crane团队阐明了肠道葡萄糖吸收的分子机制，Na⁺依赖的葡萄糖协同转运模型揭示了葡萄糖如何逆浓度梯度穿越肠上皮细胞刷状缘膜进入细胞[12]。与此同时，糖酵解、三羧酸循环、氧化磷酸化等葡萄糖代谢的核心通路已在多种组织中得到充分研究[20]。这些进展共同强化了一个在当时被视为定论的认知：葡萄糖是机体组织的通用能量底物。这一认知对于肠上皮细胞同样适用，葡萄糖被视为肠上皮细胞的主要能量来源。

20世纪70年代，上述认知受到了挑战。Windmueller和Spaeth通过离体灌注大鼠小肠模型发现，即使在10 ~ 15 mmol/L葡萄糖存在的条件下，小肠黏膜仍从血液中摄取大量谷氨酰胺，其碳骨架大量进入三羧酸循环氧化供能，贡献了约30%的CO₂生成[13]。这一发现使谷氨酰胺被认为是肠上皮细胞重要能源物质。

然而，临床上以葡萄糖和谷氨酰胺为主的肠外营养方案在实践中逐渐暴露出问题——手术后输注这两种营养底物的患者，机体免疫力下降，肠腔内霉菌过度生长，霉菌性肠炎成为常见并发症[21,22]。这意味着，无论葡萄糖还是谷氨酰胺，并不能真正满足肠上皮细胞的能量需求。这一临床困境提示，肠上皮细胞的核心营养需求尚未被真正认识。更深入的研究揭示了一个此前被忽视的事实：肠道中含量最丰富的短链脂肪酸——丁酸，对肠上皮细胞的能量贡献远超葡萄糖和谷氨酰胺。

1980年，英国牛津大学的Roediger教授利用肠上皮细胞分离技术，在《Gut》和《Lancet》上连续发表了两篇具有里程碑意义的论文，彻底改写了肠道细胞能量代谢的认知版图[14,15]。在发表于《Gut》的研究中，Roediger从手术标本中分离出人结肠上皮细胞，通过测量细胞耗氧量来量化不同营养物质的能量贡献[14]。结果令人震撼：当丁酸（10 mM）作为唯一底物时，能贡献结肠上皮细胞73% ~ 75%的耗氧量。即使在葡萄糖（10 mM）存在下，丁酸（10 mM）对降结肠上皮细胞的能量贡献率仍高达72%。同年，Roediger在《Lancet》上提出了著名的能量匮乏假说。结肠上皮细胞的丁酸氧化速率在溃疡性结肠炎患者中显著低于正常水平，而葡萄糖和谷氨酰胺氧化无法替代丁酸的功能[15]。他据此提出，溃疡性结肠炎的病理根源在于肠黏膜的能量缺乏——丁酸匮乏导致肠黏膜能量危机，进而引发黏膜屏障破坏和慢性低度炎症。

1982年，Roediger在《Gastroenterology》上发表了最具决定性的实验[16]。他将丁酸、谷氨酰胺和葡萄糖对大鼠结肠上皮细胞耗氧量的贡献率进行了系统对比，结果显示，当在丁酸基础上分别加入充足谷氨酰胺或葡萄糖时，丁酸的耗氧贡献值没有任何改变，并测得分离的结肠上皮细胞在底物充足的情况下利用呼吸燃料的优先顺序为丁酸＞谷氨酰胺＞葡萄糖。这一实验开启了肠上皮细胞能量底物研究的新篇章：从此，医学界开始认识到，在多种燃料充足存在的条件下，肠道细胞优先选择丁酸，丁酸是结肠上皮细胞的核心能量来源。Roediger的系列研究从根本上修正了葡萄糖和谷氨酰胺作为结肠上皮细胞主要能量来源的传统认知，揭示了丁酸在结肠上皮细胞能量利用中的核心地位。

1994年，Chapman等人在比较正常与溃疡性结肠炎黏膜代谢的研究中测定了三种底物的氧化速率，结果显示，正常黏膜中丁酸、谷氨酰胺和葡萄糖氧化速率分别为472、33和7.2 pmol/μg组织/h，丁酸的氧化速率是谷氨酰胺的14倍，是葡萄糖的65倍[23]。

2011年，Donohoe等人通过无菌小鼠模型发现，无菌小鼠结肠上皮细胞的线粒体呼吸功能严重受损、ATP水平显著下降，而丁酸能完全逆转线粒体呼吸缺陷，并阻止自噬的发生，该效应源于丁酸作为能量底物的氧化供能[24]。

如今，丁酸作为肠上皮细胞核心能量底物的结论已成为共识。2021年，Salvi等人指出丁酸通过β-氧化和三羧酸循环为结肠上皮细胞提供能量[25]。2023年，Hodgkinson等人进一步指出丁酸是结肠细胞的重要能量来源，由产丁酸菌发酵产生，充足的丁酸能满足结肠细胞能量代谢需求、抑制炎症反应及维持肠道屏障完整性[26]。2025年，Martínez-Ruiz等人则系统论述了丁酸在支持肠道屏障功能中的核心作用，指出丁酸激活HIF信号通路，上调紧密连接蛋白表达与黏液分泌，从而维护肠上皮屏障完整性[27]。

3 丁酸在肠细胞营养中的核心作用

3.1 丁酸

丁酸（Butyric acid），又名酪酸，属于直链饱和短链脂肪酸，化学式为CH₃(CH₂)₂COOH。丁酸是肠上皮细胞的关键能量底物，在肠腔中的浓度能达到10 ~ 20 mmol/L，为肠上皮细胞提供超过70%的能量，是维持肠上皮细胞增殖、分化和自我修复的基础[18]。肠上皮细胞依靠氧化丁酸供能，局部浓度不足会导致上皮细胞能量匮乏、屏障修复能力下降。从能量代谢机制来看，丁酸主要通过两条途径参与肠上皮细胞的能量调控[24]。其一，充足的丁酸能够通过β-氧化为肠道供能，调节相关基因表达、线粒体合成修复及神经传导。其二，当肠道内丁酸产生不足时，肠上皮细胞将出现能量代谢障碍，线粒体氧化磷酸化水平下降，细胞难以维持正常的能量供需平衡。

3.2 丁酸对肠细胞的生物学效应与功能

丁酸不仅通过供能维持肠上皮细胞的能量稳态，更通过对多种肠细胞的调控广泛参与肠道屏障维护、激素代谢调节、免疫应答塑造及神经微环境稳定等多项生理过程。以下按细胞类型逐一论述丁酸对肠上皮细胞、固有层免疫细胞、肠道平滑肌细胞、肠胶质细胞及肠黏膜下肌成纤维细胞等的生物学效应。

3.2.1 肠上皮细胞

肠上皮细胞是肠细胞营养的核心靶标，是接触肠腔内容物并从中摄取营养底物的肠道细胞，也是肠黏膜屏障功能的执行者。

（1）吸收细胞：吸收细胞是肠上皮中数量最多的细胞类型，占全部上皮细胞的80%以上，负责营养吸收、离子转运和屏障维持。Roediger等人利用人结肠离体上皮细胞悬液评估呼吸燃料利用情况时发现，丁酸能贡献升结肠73%、降结肠75%的氧消耗[14]。Donohoe等人研究发现，丁酸在无菌小鼠的结肠上皮细胞中能恢复其线粒体呼吸缺陷，并阻止细胞发生自噬[24]。丁酸对吸收细胞还具有屏障调控功能。Wang等人发现，丁酸通过促进转录因子SP1与Claudin-1启动子区的特异性结合，上调Claudin-1转录，同时诱导ZO-1和Occludin在细胞膜上的重新分布[28]。Peng等人研究证实，丁酸处理能增加Caco-2细胞单层中AMP活化蛋白激酶（AMPK）活性，加速紧密连接组装，表现为紧密连接蛋白的重组以及跨上皮电阻的增加[29]。另有研究揭示丁酸通过IL-10受体α亚基（IL-10RA）依赖性机制，促进紧密连接蛋白Claudin-2的表达，从而影响肠上皮屏障形成[30]。在电解质转运层面，Musch等人的研究表明，丁酸通过时间与浓度依赖性方式诱导人结肠C2/bbe细胞Na⁺/H⁺交换体NHE3的活性与蛋白表达，促进钠和水的吸收[31]。

（2）杯状细胞：杯状细胞核心功能是分泌黏蛋白MUC2，MUC2是构成肠道黏液层的主要成分，形成覆盖在上皮表面的黏稠凝胶层，是阻挡致病菌和有害物质接触上皮的化学屏障。Burger-van Paassen等人利用人LS174T细胞研究发现，1 mM丁酸能诱导MUC2 mRNA水平显著升高，其机制涉及丁酸激活MUC2启动子中-818/-808区域的AP-1（c-Fos/c-Jun）顺式作用元件，并在10 ~ 15 mM丁酸作用下伴随MUC2启动子区域组蛋白H3和H4乙酰化及H3甲基化的增加[32]。Liang等人进一步揭示了丁酸以巨噬细胞依赖的方式增加结肠隐窝中黏蛋白的产生和黏蛋白分泌性杯状细胞的比例[33]。在巨噬细胞与LS174T杯状细胞共培养体系中，丁酸预处理后M2型巨噬细胞对MUC2和SPDEF表达具有增强作用；阻断WNT分泌或ERK1/2激活能显著削弱这一效应。在丁酸匮乏的状态下，杯状细胞数量减少，MUC2分泌下降，黏液层变薄，病原体和毒素更易穿透到达上皮表面。

（3）潘氏细胞：潘氏细胞是小肠隐窝底部的特化肠上皮细胞，通过分泌α-防御素、溶菌酶和RegIIIγ等抗菌肽参与肠道先天免疫防御，是肠道屏障的重要组成部分。Beisner等人利用高脂饮食诱导的肥胖小鼠模型和类器官培养实验发现，补充丁酸能诱导潘氏细胞α-防御素和基质金属蛋白酶-7的表达，从而抑制肠道细菌易位、减轻炎症反应[34]。

（4）肠内分泌细胞：肠内分泌细胞是肠上皮中散在分布的激素分泌细胞，虽然数量仅占肠上皮细胞的约1%，但其分泌的激素对全身代谢具有重要调控作用。Yadav等人利用细胞培养体系证实，丁酸能刺激肠道L细胞释放GLP-1[35]。Christiansen等人利用离体灌流大鼠结肠模型发现，管腔侧以及血管侧输注丁酸能显著增加结肠GLP-1分泌[36]。该效应并非通过FFAR2/GPR43和FFAR3/GPR41介导，电压门控Ca²⁺通道阻断剂及ATP合成抑制剂能完全消除该应答，证实丁酸能够作为结肠细胞的能量来源被代谢，从而触发GLP-1分泌。Larraufie等人基于人源细胞模型的研究发现，丁酸能显著增加PYY表达，其效应主要归因于丁酸的组蛋白去乙酰化酶（HDAC）抑制活性[37]。

（5）隐窝干细胞：隐窝干细胞位于小肠隐窝底部和结肠隐窝基部，以Lgr5⁺细胞为代表，是肠上皮所有分化细胞的共同前体。干细胞的自我更新与分化能力是肠上皮持续再生的根本保障。这一再生过程需要大量的能量支持。Li等人通过葡聚糖硫酸钠诱导的肠道干细胞稳态失衡模型发现，丁酸补充能通过恢复肠道干细胞稳态有效改善肠道黏膜屏障功能，机制研究表明，丁酸通过触发Wnt/β-catenin和Notch信号通路，促进隐窝干细胞的自我更新和分化，改善肠道黏膜的结构和功能[38]。Ahmed等人发现，YAMC细胞经丁酸处理后，Lgr5启动子报告基因活性增加[39]。该研究证实，隐窝基底柱状细胞利用丁酸逐步恢复稳态，表现为Wnt/Notch通路的恢复，进而促进Lgr5⁺干细胞的扩增以推动受损隐窝的再生。

3.2.2 固有层免疫细胞

固有层中含有全身最大数量的免疫细胞，包括T细胞、巨噬细胞、B细胞等。这些免疫细胞与上皮细胞密切交互，共同构成完整的肠道免疫屏障。丁酸能通过穿越上皮层或经由上皮细胞分泌的介质影响这些免疫细胞的功能。

（1）调节性T细胞：Furusawa等人通过小鼠模型研究发现，丁酸能诱导结肠Treg细胞的分化[40]。该研究证实，在Treg极化条件下用丁酸处理初始T细胞，能增强Foxp3基因座启动子及保守非编码序列区域的组蛋白H3乙酰化，揭示了丁酸通过抑制组蛋白去乙酰化酶活性调控Treg分化的表观遗传机制。McBride等人的体外实验进一步表明，丁酸对Treg和Th17的分化具有浓度依赖性调节作用，随着丁酸浓度的升高，Th17相关标志物RORγt和IL-17的表达受到抑制，而Treg相关转录因子Foxp3的表达则显著增加[41]。Treg细胞是维持肠道免疫耐受的关键细胞群，丁酸通过促进Treg分化在抑制炎症和过敏反应中发挥核心作用。

（2）巨噬细胞：Lee等人通过LPS诱导的巨噬细胞研究发现，丁酸能抑制促炎细胞因子TNF-α、IL-6和IL-12的分泌，并减弱IκBα的磷酸化/降解及NF-κB的DNA结合活性，从而减轻炎症[42]。Singh等人发现，丁酸通过其受体GPR109A信号促进结肠巨噬细胞的抗炎特性[43]。Shao等人进一步证实，丁酸通过GPR109A/caspase-1依赖途径负调控NLRP3介导的炎症信号通路，抑制caspase-1和IL-1β等促炎介质的分泌，从而限制肠道炎症的进展[44]。

（3）B细胞：丁酸通过调节B细胞分化和功能，促进分泌型免疫球蛋白A（SIgA）的产生。Gong等人证实，丁酸通过GPR109A显著增加肠道SIgA含量，该效应在GPR109A基因敲除小鼠中消失[45]。Ko等人研究发现，丁酸通过GPR43信号增强IgA⁺生发中心B细胞发育，为SIgA的分泌提供细胞来源[46]。

3.2.3 肠道平滑肌细胞

丁酸能作用于肠道平滑肌细胞，对细胞增殖和收缩功能产生调节。Le Blay等人通过大鼠回肠和结肠肌原细胞原代培养发现，丁酸（0.05 ~ 0.5 mM）能显著刺激大鼠回肠和结肠肌原细胞的增殖；丁酸还能刺激胶原蛋白和非胶原蛋白的合成，以及肌动蛋白和肌球蛋白的表达[47]。Dai等人利用人肠平滑肌细胞研究发现，0.5 mM丁酸通过激活YAP显著促进细胞生长，表现为细胞周期进程的加速和DNA复制的增加[48]。丁酸诱导YAP表达并增强其从细胞质向细胞核的转位，进而改变有丝分裂相关基因（包括TEAD1、TEAD4、CTGF和Cyr61）的表达。

3.2.4 肠胶质细胞

肠胶质细胞是肠道神经系统的重要组成部分，在维持肠道稳态和神经微环境中发挥关键作用。Caetano等人利用2,4,6-三硝基苯磺酸诱导的实验性溃疡性结肠炎小鼠模型发现，结肠炎组小鼠nNOS阳性、ChAT阳性及GPR41阳性肌间神经元均显著丢失，GFAP阳性胶质细胞数量增加，并伴有明显的结肠形态学改变；而丁酸治疗能显著减轻肌间神经元的丢失，减少GFAP阳性胶质细胞数量，并改善结肠组织病理损伤[49]。此外，Jia等人研究发现，丁酸能促进肠胶质细胞转化为未分化的干细胞样状态，并通过表观遗传重编程（Kdm2a/H3K36me2/Klf4轴）重塑神经源性微环境[50]。

3.2.5 肠黏膜下肌成纤维细胞

肠黏膜下肌成纤维细胞在黏膜修复中发挥重要作用。Kawamura等人通过人结肠黏膜下肌成纤维细胞原代培养发现，丁酸能显著减弱IL-1β和TNF-α诱导的MMP-1和MMP-3分泌，这一效应在mRNA水平上也得到证实，其机制研究表明丁酸对MMP分泌的抑制效应与其组蛋白高乙酰化相关[51]。Inatomi等人进一步发现，IFN-γ能诱导该细胞产生促炎因子IP-10，而丁酸能显著抑制这一效应，且作用强于曲古抑菌素A[52]。这表明丁酸通过抑制促炎趋化因子IP-10的释放，在控制肠道慢性炎症中发挥积极作用。

综上所述，丁酸对各类肠细胞均具有营养、调节和保护作用，充分体现了丁酸在肠细胞营养中的重要地位。然而，丁酸的上述多重作用能否实现，取决于一个更基础的问题——丁酸从何而来。

4 丁酸的供给约束与产丁酸菌的基石地位

4.1 丁酸供给来源

丁酸在肠细胞营养网络中的关键地位，面临一个根本性的供给约束：丁酸不能由人体自身合成。人体细胞不具备合成丁酸的酶系，丁酸主要由产丁酸菌厌氧发酵非消化性碳水化合物（如膳食纤维和抗性淀粉）产生[53]。肠黏膜内丁酸的可用水平，主要取决于产丁酸菌群的丰度。当产丁酸菌匮乏时，肠上皮细胞即使有充足的膳食纤维作为发酵底物，也无法将其转化为所需的丁酸——肠细胞营养的“生产线”因此中断。

4.2 产丁酸菌：肠道健康的基石菌

产丁酸菌是维持肠道稳态的基石菌，其丰度与功能一旦下降，将影响肠黏膜的丁酸供给，进而影响肠道健康[54]。美国微生物科学院院士赵立平发表于Cell的研究首次提出肠道核心菌群“跷跷板模型”，明确指出以产丁酸菌为代表的基石功能群与病生功能群通过相互的升降变化来影响人体的健康状况，基石菌占优则肠道健康，基石菌匮乏则微生态崩溃[19]。人体肠道内存在百万亿级微生物构成的复杂微生态系统，其中产丁酸菌是维持肠道结构与功能稳态的基石菌[55]。产丁酸菌通过产生丁酸为肠上皮细胞提供70%以上能量、营养修复肠道屏障、营造厌氧环境维持菌群平衡和调节免疫维持肠道免疫稳态等多重机制，对肠道健康发挥着不可替代的支撑作用。在产丁酸基石菌中，酪酸梭菌是目前研究最为深入、临床应用最广泛的代表性菌株[56-58]。

5 酪酸梭菌5.1 酪酸梭菌：产丁酸基石菌的代表菌株

图 1酪酸梭菌

酪酸梭菌是一种革兰氏阳性、专性厌氧的产芽孢杆菌，其菌体呈杆状，大小为（0.5 ~ 1.7）μm × （2.4 ~ 7.6）μm，能够形成椭圆形的次端芽孢，对热、酸及干燥等不良环境具有较强的抵抗力[59-61]。酪酸梭菌属于专性厌氧菌，在有氧条件下其营养体无法正常生长繁殖，但其芽孢能在有氧环境中长期存活，进入肠道后萌发为营养体并大量繁殖。酪酸梭菌在保障肠细胞营养方面具有以下独特的优势。 其一，在肠道原位产生丁酸。酪酸梭菌能够通过发酵膳食纤维、抗性淀粉和低聚糖等产生大量丁酸[62]。酪酸梭菌能耐受消化道的胃酸环境，顺利到达肠道并定植，在肠道内生产丁酸，实现丁酸的持续供给——它不是为肠道提供一次性营养底物，而是为肠道建立了一座“自主运转的内源性营养工厂”[63]。

其二，调节肠道菌群结构。酪酸梭菌增殖过程伴随肠道游离氧耗竭与有机酸累积，协同营造低pH、低氧的微环境，为双歧杆菌、乳杆菌等专性厌氧菌提供竞争优势[64]。同时，其代谢产物及空间占位效应能有效抑制大肠杆菌、沙门菌等定植[65]。

其三，调节免疫功能。酪酸梭菌能够显著增加SIgA的分泌水平，SIgA作为肠道黏膜免疫的重要防线，能阻断病原体黏附于肠上皮细胞，增强肠道黏膜免疫功能[66]。此外，酪酸梭菌能够增加肠道CD4⁺CD25⁺Foxp3⁺ Treg细胞，增强肠道黏膜免疫屏障，维持全身免疫稳态[67]。

其四，抑制炎症反应。酪酸梭菌能通过MyD88/NF-κB和AMPK/NF-κB等信号通路减少促炎细胞因子TNF-α、IL-6、IL-1β的产生，上调抗炎因子IL-10的水平，这种双向调节模式使酪酸梭菌在炎症环境中扮演了免疫“刹车”的角色，改善全身性低度炎症状态[68-71]。

其五，修复肠黏膜屏障。酪酸梭菌对肠道屏障具有多层次保护作用，其通过增强机械屏障、化学屏障、免疫屏障和生物屏障四个层面的功能来促进肠道健康。Ye等人发现，酪酸梭菌能够增强紧密连接蛋白表达，上调Claudin 1、ZO-1和Occludin，修复肠道机械屏障[70]。Wu等人通过葡聚糖硫酸钠诱导的结肠炎小鼠模型发现，酪酸梭菌能通过诱导肠上皮细胞中EGFR配体HB-EGF和AREG的表达，激活EGFR信号通路，从而保护肠道屏障[72]。

其六，支持神经与基质微环境。酪酸梭菌通过产生丁酸能减轻肠道炎症中的肌间神经元丢失，维护肠胶质细胞稳态；促进平滑肌细胞增殖与修复；抑制黏膜下肌成纤维细胞分泌促炎趋化因子IP-10及MMP-1/MMP-3[47-52]。这些位于上皮层之下的基质与神经成分，构成了黏膜屏障修复的“土壤”环境，酪酸梭菌为其提供了重要的代谢与信号支持。

5.2 酪酸梭菌CGMCC0313-1

酪酸梭菌CGMCC0313-1获中美双专利授权，已实现工艺突破与产业化，可室温储运、规模化生产。酪酸梭菌CGMCC0313-1经功能菌筛选与培养组学关键技术完成自主选育；通过多阶段营养与代谢调控的专有厌氧发酵工艺，其芽孢率在生产中稳定达到90%以上；采用三层微囊包裹技术，该菌株实现了制剂的室温储运，打破了传统益生菌对低温冷链的依赖，在确保产品质量和疗效稳定的同时，显著降低了流通与储存门槛[73]。从基石菌的理论到产业化实践，酪酸梭菌CGMCC0313-1完成了从科学概念到临床工具的关键跨越。产丁酸菌作为基石菌的科学发现，揭示了肠道健康维护的底层逻辑；而酪酸梭菌CGMCC0313-1则将这一科学发现转化为可供临床使用的标准化药品。这一转化不仅验证了基石菌理论的临床可行性，也为微生态领域的前沿研究向临床应用的转化提供了重要范式。

酪酸梭菌CGMCC0313-1的产业化开发涵盖胶囊剂、片剂及散剂等系列剂型，属于绿标OTC产品。近年来，一系列临床研究进一步证实，酪酸梭菌CGMCC0313-1在营养支持、肠道屏障功能修复、肠道免疫调节等层面均具有显著的治疗价值。

（1）营养支持：胃癌根治术后的患者面临肠黏膜损伤、炎症反应增强和营养状态恶化的多重挑战，是肠细胞营养支持的重点干预对象。Cao等人在胃癌胃切除术患者的随机对照试验中发现，酪酸梭菌CGMCC0313-1显著降低了白细胞计数、中性粒细胞比例及IL-1β、IL-6、TNF-α等炎症指标，同时显著增强了免疫球蛋白、淋巴细胞、白蛋白和总蛋白，并富集了有益菌属[74]。该研究证实，胃癌术后口服酪酸梭菌能减轻早期术后炎症、增强免疫能力、恢复肠道菌群稳态、增加肠道丁酸、减少术后并发症的发生，这为酪酸梭菌在围手术期肠细胞营养支持中的应用提供了临床证据。

（2）屏障修复：肠易激综合征和抗生素相关性腹泻的共同病理基础之一，是肠黏膜屏障功能受损所致的肠道通透性增高和低度炎症状态，这正是肠细胞营养供给不足时屏障功能减退的典型表现。聂昭华等人报道，酪酸梭菌CGMCC0313-1治疗肠易激综合征的总有效率达94%（47/50）[75]。江学良等人对240例患者的随机对照研究显示，酪酸梭菌活菌胶囊治疗腹泻型肠易激综合征的28天总有效率达99.2%[76]。多项随机对照研究证实，酪酸梭菌CGMCC0313-1能显著改善IBS患者腹痛、腹胀、排便异常症状，提高生活质量，酪酸梭菌治疗肠易激综合征的疗效已被纳入《中国微生态调节剂临床应用专家共识（2025版）》[77]。马春英等人将101例患儿随机分为预防组（加服酪酸梭菌CGMCC0313-1制剂）和对照组（仅抗菌药及对症治疗），结果显示预防组腹泻发生率为12.5%，显著低于对照组的39.6%[78]。

（3）炎症调控：炎症性肠病和幽门螺杆菌感染的共同特征是肠道免疫稳态破坏和慢性低度炎症，这反映了丁酸供给不足时免疫屏障功能紊乱的病理状态。江学良等人研究显示，酪酸梭菌CGMCC0313-1联合美沙拉嗪，能显著提高溃疡性结肠炎的治疗效果，改善腹泻、便血、黏膜糜烂等症状[79]。Koike等人研究发现，补充酪酸梭菌能预防溃疡性结肠炎患者IPAA术后贮袋炎，改善患者术后生活质量[80]。施嫣红等人在轻中度克罗恩病患者中的随机对照研究证实，英夫利昔单抗联合酪酸梭菌能有效改善患者的菌群并建立完整的肠黏膜屏障，降低炎症活动指数[81]。周本刚等人通过Meta荟萃分析指出，在常规四联方案中添加酪酸梭菌CGMCC0313-1，既能增加幽门螺杆菌根除率，又能减轻腹泻、恶心等副作用[82]。

酪酸梭菌CGMCC0313-1作为靶向肠道微生态的药用菌株，其有效性与安全性已获得丰富的临床研究证据支持，单独或联合用药均能显著提升治疗效果，其临床证据正在从消化系统疾病向多系统疾病不断拓展。

6 展望

丁酸作为肠上皮细胞不可或缺的能量底物和调控信号，在肠细胞营养中的核心地位已获充分验证。在此基础上，酪酸梭菌能够在肠道原位产生丁酸，实现丁酸的精准、稳定供给，其安全性、有效性和临床价值已在数十年基础研究与临床应用中反复确证，为肠道微生态的精准干预奠定了坚实的方法学基础。以酪酸梭菌为核心的肠细胞营养策略，标志着肠道健康管理正迈向重建丁酸自主供给体系的新阶段。

当前，酪酸梭菌活菌制剂已在肠易激综合征、炎症性肠病、抗生素相关性腹泻、幽门螺杆菌感染及胃癌术后恢复等多种疾病中展现出明确的治疗价值。随着肠-脑轴、肠-肝轴、肠-肺轴等肠-器官轴调控通路的不断揭示，酪酸梭菌通过丁酸这一核心效应分子参与全身代谢与免疫调控的图景日益清晰，其正从肠道健康的维护者升级为全身健康的重要支撑平台。

产丁酸菌作为基石菌的科学发现，已经揭示了肠道健康维护的根本逻辑——健康的关键在于恢复肠道自主生产核心营养素丁酸的生态能力。酪酸梭菌作为基石菌生态重建的标准化工具，已将这一科学理念转化为可供临床和日常健康管理使用的精准干预手段。当前的核心任务是将这一策略系统性地推广至各级医疗机构和社区健康管理，推动基石菌生态重建从疾病发生后的治疗干预前移至肠道健康的常规维护手段，使其成为精准营养与微生态治疗的核心范式。

综上，以酪酸梭菌产生的丁酸为核心的肠细胞营养与微生态重建策略，已经在基础研究、临床验证和产业化应用三个层面构建了完整的证据链与应用体系。随着应用场景的持续拓展和临床转化的深入推进，酪酸梭菌作为基石菌代表的战略价值必将进一步彰显，以酪酸梭菌产生的丁酸为核心的肠细胞营养策略将成为从肠道到全身精准营养实践的重要组成。

参考文献：

[1] Zhang T, Jiang H, Xu X, et al. Non-communicable disease burden in China, 1990-2023: Evidence from the Global Burden of Disease Study 2023. Chin Med J (Engl). 2026;139(1):48-57.

[2] 国家卫生健康委统计信息中心. 全国第六次卫生服务统计调查专题报告. 北京:中国协和医科大学出版社,2021.

[3] Center for cardiovascular diseases the writing committee of the report on cardiovascular health and diseases in China. Report on cardiovascular health and diseases in China 2023: An updated summary. Biomed Environ Sci. 2024;37(9):949-992.

[4] Wu Z, Pang S, Mei Y, et al. Cancer burden and the contributions of risk factors in China: A systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2021. Chin Med J (Engl). 2025;138(24):3425-3433.

[5] National Office for Chronic Obstructive Pulmonary Disease in Primary Care; National Institute for Chronic Respiratory Diseases Prevention and Control; National Clinical Research Center for Respiratory Disease; Zhonghua Jie He He Hu Xi Za Zhi. 2026;49(1):11-28.

[6] Zhou YC, Liu JM, Zhao ZP, et al. The national and provincial prevalence and non-fatal burdens of diabetes in China from 2005 to 2023 with projections of prevalence to 2050. Mil Med Res. 2025;12(1):28.

[7] Yu Z, Ruan G, Bai X, et al. Growing burden of inflammatory bowel disease in China: Findings from the Global Burden of Disease Study 2021 and predictions to 2035. Chin Med J (Engl). 2024;137(23):2851-2859.

[8] Tian D, Liu X, Qiao H, et al. Map the prevalence of irritable bowel syndrome across China: A systematic review and meta-analysis. Front Med (Lausanne). 2026;13:1740952.

[9] Chen C, Zhu L, Huang Y, et al. Gut microbiota-intestinal barrier crosstalk: mechanistic advances, disease relevance, and public health implications. Front Public Health. 2026;14:1777910.

[10] 鹿凤娇, 江学良. 基石菌的代表酪酸梭菌在肠道健康中的重要价值[EB/OL]. 生物谷, 2026-04-10.

[11] Di Vincenzo F, Del Gaudio A, Petito V, et al. Gut microbiota, intestinal permeability, and systemic inflammation: A narrative review. Intern Emerg Med. 2024;19(2):275-293.

[12] Bihler I, Hawkins KA, Crane RK. Studies on the mechanism of intestinal absorption of sugars. VI. The specificity and other properties of Na ion-dependent entrance of sugars into intestinal tissue under anaerobic conditions, in vitro. Biochim Biophys Acta. 1962;59:94-102.

[13] Windmueller HG, Spaeth AE. Uptake and metabolism of plasma glutamine by the small intestine. J Biol Chem. 1974;249(16):5070-5079.

[14] Roediger WE. Role of anaerobic bacteria in the metabolic welfare of the colonic mucosa in man. Gut. 1980;21(9):793-798.

[15] Roediger WE. The colonic epithelium in ulcerative colitis: an energy-deficiency disease?. Lancet. 1980;2(8197):712-715.

[16] Roediger WE. Utilization of nutrients by isolated epithelial cells of the rat colon. Gastroenterology. 1982;83(2):424-429.

[17] Peterson LW, Artis D. Intestinal epithelial cells: Regulators of barrier function and immune homeostasis. Nat Rev Immunol. 2014;14(3):141-153.

[18] Mann ER, Lam YK, Uhlig HH. Short-chain fatty acids: Linking diet, the microbiome and immunity. Nat Rev Immunol. 2024;24(8):577-595.

[19] Wu G, Xu T, Zhao N, et al. A core microbiome signature as an indicator of health. Cell. 2024;187(23):6550-6565.

[20] Prebble JN. The discovery of oxidative phosphorylation: A conceptual off-shoot from the study of glycolysis. Stud Hist Philos Biol Biomed Sci. 2010;41(3):253-262.

[21] Ize Lamache L, Carrasco A, Ordóñez A, López Martínez R. Candida infections and their evolution in patients receiving parenteral feeding. Prensa Med Mex. 1975;40(9-10):285-290.

[22] Pappo I, Polacheck I, Zmora O, Feigin E, Freund HR. Altered gut barrier function to Candida during parenteral nutrition. Nutrition. 1994;10(2):151-154.

[23] Chapman MA, Grahn MF, Boyle MA, et al. Butyrate oxidation is impaired in the colonic mucosa of sufferers of quiescent ulcerative colitis. Gut. 1994;35(1):73-76.

[24] Donohoe DR, Garge N, Zhang X, et al. The microbiome and butyrate regulate energy metabolism and autophagy in the mammalian colon. Cell Metab. 2011;13(5):517-526.

[25] Salvi PS, Cowles RA. Butyrate and the intestinal epithelium: Modulation of proliferation and inflammation in homeostasis and disease. Cells. 2021;10(7):1775.

[26] Hodgkinson K, El Abbar F, Dobranowski P, et al. Butyrate's role in human health and the current progress towards its clinical application to treat gastrointestinal disease. Clinical Nutrition. 2023;42(2):61-75.

[27] Martínez-Ruiz M, Robeson MS, Piccolo BD. Fueling the fire: colonocyte metabolism and its effect on the colonic epithelia. Crit Rev Food Sci Nutr. 2025;65(33):8737-8756.

[28] Wang HB, Wang PY, Wang X, et al. Butyrate enhances intestinal epithelial barrier function via up-regulation of tight junction protein Claudin-1 transcription. Dig Dis Sci. 2012;57(12):3126-3135.

[29] Peng L, Li ZR, Green RS, et al. Butyrate enhances the intestinal barrier by facilitating tight junction assembly via activation of AMP-activated protein kinase in Caco-2 cell monolayers. J Nutr. 2009;139(9):1619-1625.

[30] Zheng L, Kelly CJ, Battista KD, et al. Microbial-derived butyrate promotes epithelial barrier function through IL-10 receptor-dependent repression of Claudin-2. J Immunol. 2017;199(8):2976-2984.

[31] Musch MW, Bookstein C, Xie Y, et al. SCFA increase intestinal Na absorption by induction of NHE3 in rat colon and human intestinal C2/bbe cells. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2001;280(4):G687-G693.

[32] Burger-van Paassen N, Vincent A, Puiman PJ, et al. The regulation of intestinal mucin MUC2 expression by short-chain fatty acids: implications for epithelial protection. Biochem J. 2009;420(2):211-219.

[33] Liang L, Liu L, Zhou W, et al. Gut microbiota-derived butyrate regulates gut mucus barrier repair by activating the macrophage/WNT/ERK signaling pathway. Clin Sci (Lond). 2022;136(4):291-307.

[34] Beisner J, Filipe Rosa L, Kaden-Volynets V, et al. Prebiotic inulin and sodium butyrate attenuate obesity-induced intestinal barrier dysfunction by induction of antimicrobial peptides. Front Immunol. 2021;12:678360.

[35] Yadav H, Lee JH, Lloyd J, et al. Beneficial metabolic effects of a probiotic via butyrate-induced GLP-1 hormone secretion. J Biol Chem. 2013;288(35):25088-25097.

[36] Christiansen CB, Gabe MBN, Svendsen B, et al. The impact of short-chain fatty acids on GLP-1 and PYY secretion from the isolated perfused rat colon. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2018;315(1):G53-G65.

[37] Larraufie P, Martin-Gallausiaux C, Lapaque N, et al. SCFAs strongly stimulate PYY production in human enteroendocrine cells. Sci Rep. 2018;8(1):74.

[38] Li R, Quan T, Chen Y, et al. Butyrate improves dextran sulfate sodium-induced imbalance of intestinal stem cell homeostasis in broilers. Poult Sci. 2026;105(2):106307.

[39] Ahmed I, Yusuf K, Roy BC, et al. Dietary interventions ameliorate infectious colitis by restoring the microbiome and promoting stem cell proliferation in mice. Int J Mol Sci. 2021;23(1):339.

[40] Furusawa Y, Obata Y, Fukuda S, et al. Commensal microbe-derived butyrate induces the differentiation of colonic regulatory T cells. Nature. 2013;504(7480):446-450.

[41] McBride DA, Dorn NC, Yao M, et al. Short-chain fatty acid-mediated epigenetic modulation of inflammatory T cells in vitro. Drug Deliv Transl Res. 2023;13(7):1912-1924.

[42] Lee C, Kim BG, Kim JH, et al. Sodium butyrate inhibits the NF-kappa B signaling pathway and histone deacetylation, and attenuates experimental colitis in an IL-10 independent manner. Int Immunopharmacol. 2017;51:47-56.

[43] Singh N, Gurav A, Sivaprakasam S, et al. Activation of Gpr109a, receptor for niacin and the commensal metabolite butyrate, suppresses colonic inflammation and carcinogenesis. Immunity. 2014;40(1):128-139.

[44] Shao X, Mi X, Kuai X, et al. Microbial butyrate modified by melatonin alleviates colon inflammation by inhibiting GPR109A/Caspase-1-dependent macrophage M1 polarization. J Proteome Res. 2025;24(4):1871-1884.

[45] Gong Y, Jin X, Yuan B, et al. G Protein-coupled receptor 109A maintains the intestinal integrity and protects against ETEC mucosal infection by promoting IgA secretion. Front Immunol. 2021;11:583652.

[46] Ko H, Kim CJ, Choi S, et al. Commensal microbe-derived butyrate enhances T follicular helper cell function to boost mucosal vaccine efficacy. Microbiome. 2026;14(1):37.

[47] Le Blay G, Blottière HM, Ferrier L, et al. Short-chain fatty acids induce cytoskeletal and extracellular protein modifications associated with modulation of proliferation on primary culture of rat intestinal smooth muscle cells. Dig Dis Sci. 2000;45(8):1623-1630.

[48] Dai LN, Yan JK, Xiao YT, et al. Butyrate stimulates the growth of human intestinal smooth muscle cells by activation of yes-associated protein. J Cell Physiol. 2018;233(4):3119-3128.

[49] Caetano MAF, Magalhães HIR, Duarte JRL, et al. Butyrate protects myenteric neurons loss in mice following experimental ulcerative colitis. Cells. 2023;12(13):1672.

[50] Jia W, Liu W, Tian D, et al. Sodium butyrate promotes enteric glial cells neurogenesis by inhibiting Kdm2a and inducing Klf4 expression. J Pediatr Surg. 2026;61(4):162428.

[51] Kawamura T, Andoh A, Nishida A, et al. Inhibitory effects of short-chain fatty acids on matrix metalloproteinase secretion from human colonic subepithelial myofibroblasts. Dig Dis Sci. 2009;54(2):238-245.

[52] Inatomi O, Andoh A, Kitamura K, et al. Butyrate blocks interferon-gamma-inducible protein-10 release in human intestinal subepithelial myofibroblasts. J Gastroenterol. 2005;40(5):483-489.

[53] Fu X, Liu Z, Zhu C, et al. Nondigestible carbohydrates, butyrate, and butyrate-producing bacteria. Crit Rev Food Sci Nutr. 2019;59:S130-S152.

[54] Zhang F, Zhang W, Ren X, et al. Butyrate-producing bacteria in intestinal disease therapy: Potential and challenges. Biotechnol J. 2026;21(6):e70260.

[55] Ley RE, Peterson DA, Gordon JI. Ecological and evolutionary forces shaping microbial diversity in the human intestine. Cell. 2006;124(4):837-848.

[56] Snodgrass JL, Velayudhan BT. Butyrate-producing bacteria as a keystone species of the gut microbiome: A systemic review of dietary impact on gut-brain and host health. Int J Mol Sci. 2026;27(3):1289.

[57] 国家药品监督管理局. 境内生产药品——国药准字S20040084[Z]. 2004.

[58] 国家药品监督管理局. 境内生产药品——国药准字S20040088[Z]. 2004.

[59] Hagihara M, Yamashita M, Ariyoshi T, et al. Clostridium butyricum-induced ω-3 fatty acid 18-HEPE elicits anti-influenza virus pneumonia effects through interferon-λ upregulation. Cell Rep. 2022;41(11):111755.

[60] Vital M, Penton CR, Wang Q, et al. A gene-targeted approach to investigate the intestinal butyrate-producing bacterial community. Microbiome. 2013;1(1):8.

[61] Stoeva MK, Garcia-So J, Justice N, et al. Butyrate-producing human gut symbiont, Clostridium butyricum, and its role in health and disease. Gut Microbes. 2021;13(1):1-28.

[62] Pickens TL, Cockburn DW. Clostridium butyricum Prazmowski can degrade and utilize resistant starch via a set of synergistically acting enzymes. mSphere. 2024;9(1):e0056623.

[63] Li K, Kong Y, Chen T. Engineered Clostridium butyricum: A promising application of synthetic biology in comprehensive health. Microb Cell Fact. 2025;25(1):14.

[64] Xie Z, He W, Gobbi A, Bertram HC, Nielsen DS. The effect of in vitro simulated colonic pH gradients on microbial activity and metabolite production using common prebiotics as substrates. BMC Microbiol. 2024;24(1):83.

[65] Liu X, Tang H, Huang X, Xu M. Butyrate affects bacterial virulence: A new perspective on preventing enteric bacterial pathogen invasion. Future Microbiol. 2024;19:73-84.

[66] Mantis NJ, Rol N, Corthésy B. Secretory IgA's complex roles in immunity and mucosal homeostasis in the gut. Mucosal Immunol. 2011;4(6):603-611.

[67] Zhang J, Su H, Li Q, et al. Oral administration of Clostridium butyricum CGMCC0313-1 inhibits β-lactoglobulin-induced intestinal anaphylaxis in a mouse model of food allergy. Gut Pathog. 2017;9:11.

[68] Zhou M, Yuan W, Yang B, et al. Clostridium butyricum inhibits the progression of colorectal cancer and alleviates intestinal inflammation via the myeloid differentiation factor 88 (MyD88)-nuclear factor-kappa B (NF-κB) signaling pathway. Ann Transl Med. 2022;10(8):478.

[69] Wen B, Huang Y, Deng G, et al. Gut microbiota analysis and LC-MS-based metabolomics to investigate AMPK/NF-κB regulated by Clostridium butyricum in the treatment of acute pancreatitis. J Transl Med. 2024;22(1):1072.

[70] Ye SQ, Lu XJ, Zhu XT, et al. Clostridium butyricum enhances cognitive function in APP/PS1 mice by modulating neuropathology and regulating acetic acid levels in the gut microbiota. Microbiol Spectr. 2025;13(8):e0017825.

[71] Hayashi A, Sato T, Kamada N, et al. A single strain of Clostridium butyricum induces intestinal IL-10-producing macrophages to suppress acute experimental colitis in mice. Cell Host Microbe. 2013;13(6):711-722.

[72] Wu J, Zhou B, Pang X, et al. Clostridium butyricum, a butyrate-producing potential probiotic, alleviates experimental colitis through epidermal growth factor receptor activation. Food Funct. 2022;13(13):7046-7061.

[73] 褚传莲, 张笛. 酪酸梭菌CGMCC0313-1产业化及临床应用现状[J/OL]. 生物谷, 2026-04-08.

[74] Cao W, Zheng C, Xu X, et al. Clostridium butyricum potentially improves inflammation and immunity through alteration of the microbiota and metabolism of gastric cancer patients after gastrectomy. Front Immunol. 2022;13:1076245.

[75] 聂昭华, 郭翠英, 彭国球, 等. 阿泰宁治疗肠易激综合征50例的疗效观察. 中国微生态学杂志. 2006;018(006):441-443.

[76] 江学良, 姜开通, 许刚. 酪酸梭菌活菌胶囊治疗腹泻型肠易激综合征的临床疗效及卫生经济学评价. 中国微生态学杂志. 2016;28(9):5.

[77] 中华预防医学会微生态学分会, 中国医师协会感染科医师分会. 中国微生态调节剂临床应用专家共识（2025版）. 中国微生态学杂志. 2025;37(08):869-887.

[78] 马春英, 姚晶晶. 宝乐安预防抗生素相关性腹泻的临床疗效. 中国微生态学杂志. 2015;27(2):178-181.

[79] 江学良, 张伟, 张玉琦, 等. 酪酸梭菌活菌胶囊联合美沙拉嗪治疗溃疡性结肠炎的疗效及卫生经济学评价. 中国微生态学杂志. 2015;27(11):1291-1294.

[80] Koike Y, Higashi K, Sato Y, et al. Preventive effect of Clostridium butyricum MIYAIRI against pouchitis in children with ulcerative colitis. Surg Today. 2025;55:986-995.

[81] 施嫣红, 黄林生, 沈通一, 等. 英夫利昔单抗联合酪酸梭菌对克罗恩病炎症及肠屏障的影响. 中国微生态学杂志. 2021;33(12):1420-1424.

[82] 周本刚, 张惠芳, 刘梅, 等. 酪酸梭菌辅助根除幽门螺杆菌感染的Meta分析. 中国微生态学杂志. 2017;29(4):430-434.